论文目录 | |
| 摘要 | 第1-12页 |
| Abstract | 第12-16页 |
| 前言 | 第16-26页 |
| 参考文献 | 第22-26页 |
| 第一章 Fc11对Th1细胞的选择性抑制作用及其对小鼠EAE的治疗效果 | 第26-70页 |
| 绪言 | 第26-29页 |
| 参考文献 | 第27-29页 |
| 第一节 选择性抑制Th1细胞功能的小分子化合物Fc11的发现 | 第29-52页 |
| 1. 实验材料 | 第29-31页 |
| 1.1 实验试剂 | 第29-31页 |
| 1.2 实验仪器 | 第31页 |
| 1.3 实验动物 | 第31页 |
| 2. 实验方法 | 第31-40页 |
| 2.1 小鼠淋巴结细胞的制备 | 第31-32页 |
| 2.2 小鼠脾细胞悬液的制备 | 第32页 |
| 2.3 丝裂原ConA致正常小鼠T淋巴细胞增殖和功能试验 | 第32页 |
| 2.4 小鼠脾细胞中T淋巴细胞的分离纯化 | 第32-33页 |
| 2.5 CD4~+、CD8~+T淋巴细胞的分选 | 第33页 |
| 2.6 酶联免疫吸附法(enzyme linked immunosorbent assay,ELISA) | 第33-34页 |
| 2.7 T细胞表面CD25的流式细胞仪检测方法 | 第34页 |
| 2.8 流式细胞术微球阵列法(cytometric bead array,CBA) | 第34页 |
| 2.9 细胞因子胞内染色(Intracellular cytokine cytometry,ICC) | 第34-35页 |
| 2.10 实验性自身免疫性脑脊髓炎(EAE)模型及病理检测 | 第35-36页 |
| 2.11 MOG抗原特异性的淋巴细胞的增殖和功能实验 | 第36页 |
| 2.12 调节性T细胞(regulatory T cell,Treg)的检测 | 第36-37页 |
| 2.13 免疫印迹分析(Western blot analysis) | 第37-38页 |
| 2.14 细胞总RNA的提取 | 第38页 |
| 2.15 RT-PCR检测mRNA表达 | 第38-39页 |
| 2.16 统计 | 第39-40页 |
| 3. 结果 | 第40-49页 |
| 3.1 选择性抑制Th1细胞功能的小分子化合物的发现 | 第40-41页 |
| 3.2 Fc11对T细胞分泌IFNγ的抑制作用及其选择性 | 第41-44页 |
| 3.3 Fc11对小鼠EAE模型的治疗效果 | 第44-46页 |
| 3.4 Fc1对小鼠EAE模型中若干分子指标的影响 | 第46-49页 |
| 4. 讨论 | 第49-50页 |
| 5. 小结 | 第50-51页 |
| 参考文献 | 第51-52页 |
| 第二节 Fc11选择性抑制Th1细胞功能的分子机理 | 第52-70页 |
| 1. 实验材料 | 第52-53页 |
| 1.1 实验试剂 | 第52页 |
| 1.2 实验动物 | 第52-53页 |
| 2. 实验方法 | 第53-58页 |
| 2.1 小鼠CD4~+T细胞的分选 | 第53页 |
| 2.2 免疫印迹分析(Western blot analysis) | 第53页 |
| 2.3 细胞核蛋白的提取 | 第53页 |
| 2.4 胶迁移(electrophoretic mobility shift assay,EMSA) | 第53-55页 |
| 2.5 IFNγR的流式细胞仪检测方法 | 第55页 |
| 2.6 JAK2激酶活力测试 | 第55-56页 |
| 2.7 RT-PCR测mRNA表达 | 第56页 |
| 2.8 SHP-2~(flox/flox)CD4-Cre~+小鼠的制备 | 第56-57页 |
| 2.9 SHP-2~(flox/flox)CD4-cre~+小鼠的基因型鉴定 | 第57-58页 |
| 2.10 统计 | 第58页 |
| 3. 结果 | 第58-65页 |
| 3.1 Fc11对CD4~+T细胞活化过程中Th1相关信号通路的选择性抑制作用 | 第58-59页 |
| 3.2 Fc11对IFNγ/STAT1通路的影响 | 第59页 |
| 3.3 Fc11对STAT家族其他成员的磷酸化的影响 | 第59-60页 |
| 3.4 Fc11对STAT1的DNA binding活性的影响 | 第60页 |
| 3.5 蛋白的合成降解对Fc11抑制IFNγ通路的影响 | 第60-61页 |
| 3.6 磷酸酶活性对Fc11抑制IFNγ路的影响 | 第61-63页 |
| 3.7 Fc11对p-STAT1脱磷酸化的影响 | 第63页 |
| 3.8 Fc11对Jak2以及IFNγR的影响 | 第63-65页 |
| 4. 讨论 | 第65-66页 |
| 5. 小结 | 第66-67页 |
| 参考文献 | 第67-70页 |
| 第二章 SHP-2在T细胞中的功能及其抑制剂对小鼠EAE的治疗作用 | 第70-140页 |
| 绪言 | 第70-72页 |
| 参考文献 | 第71-72页 |
| 第一节 SHP-2抑制剂NSC 87877对小鼠EAE的影响 | 第72-83页 |
| 1. 实验材料 | 第72页 |
| 1.1 实验试剂 | 第72页 |
| 1.2 实验动物 | 第72页 |
| 2. 实验方法 | 第72-74页 |
| 2.1 小鼠脾细胞中T淋巴细胞的分离纯化 | 第72页 |
| 2.2 T细胞各亚群的体外分化[1] | 第72-73页 |
| 2.3 实验性自身免疫性脑脊髓炎(EAE)模型及病理检测 | 第73页 |
| 2.4 T细胞表面CD25,CD69的流式细胞仪检测方法 | 第73页 |
| 2.5 流式细胞术微球阵列法(cytometric bead array,CBA) | 第73页 |
| 2.6 细胞增殖同位素检测方法 | 第73页 |
| 2.7 统计 | 第73-74页 |
| 3. 结果 | 第74-80页 |
| 3.1 NSC 87877预防给药对小鼠EAE的影响 | 第74-76页 |
| 3.2 NSC 87877治疗给药对小鼠EAE的影响 | 第76-77页 |
| 3.3 NSC 87877对EAE小鼠细胞免疫应答的影响 | 第77-78页 |
| 3.4 NSC 87877体内给药对EAE小鼠中MOG抗原特异性T细胞功能的影响 | 第78-79页 |
| 3.5 NSC 87877体外给药对EAE小鼠中MOG抗原特异性T细胞功能的影响 | 第79-80页 |
| 3.6 NSC 87877对Th细胞体外分化的影响 | 第80页 |
| 4. 讨论 | 第80-81页 |
| 5. 小结 | 第81页 |
| 参考文献 | 第81-83页 |
| 第二节 SHP-2在T细胞增殖、分化中的作用 | 第83-92页 |
| 1. 实验材料 | 第83页 |
| 1.1 实验试剂 | 第83页 |
| 1.2 实验动物 | 第83页 |
| 2. 实验方法 | 第83-85页 |
| 2.1 SHP-2~(flox/flox)CD4-Cre~-小鼠的制备 | 第83页 |
| 2.2 SHP-2~(flox/flox)CD4-cre~-小鼠的基因型鉴定及敲除效果鉴定 | 第83-84页 |
| 2.3 小鼠脾细胞中T淋巴细胞的分离纯化 | 第84页 |
| 2.4 T细胞各亚群的体外分化 | 第84页 |
| 2.5 免疫印迹分析(Western blot analysis) | 第84页 |
| 2.6 实验性自身免疫性脑脊髓炎(EAE)模型及病理检测 | 第84页 |
| 2.7 T细胞表面CD25,CD69流式检测 | 第84页 |
| 2.8 流式细胞术微球阵列法(cytometric bead array,CBA) | 第84页 |
| 2.9 同位素检测细胞增殖 | 第84页 |
| 2.10 统计 | 第84-85页 |
| 3. 结果 | 第85-90页 |
| 3.1 SHP-2敲除对T细胞增殖和活化的影响 | 第85-86页 |
| 3.2 SHP-2敲除对T细胞细胞因子分泌的影响 | 第86-87页 |
| 3.3 SHP-2敲除对Th细胞体外分化的影响 | 第87-88页 |
| 3.4 SHP-2敲除对小鼠EAE模型的影响 | 第88-90页 |
| 4. 讨论 | 第90页 |
| 5. 小结 | 第90-91页 |
| 参考文献 | 第91-92页 |
| 第三节 SHP-2抑制剂NSC 87877治疗小鼠EAE的机理 | 第92-118页 |
| 1. 实验材料 | 第92页 |
| 1.1 实验试剂 | 第92页 |
| 1.2 实验动物 | 第92页 |
| 2. 实验方法 | 第92-98页 |
| 2.1 LPS诱导的B细胞增殖的检测 | 第92-93页 |
| 2.2 LPS诱导的B细胞分泌抗体的检测 | 第93页 |
| 2.3 Clodronate-liposome的制备 | 第93-94页 |
| 2.4 小鼠星形胶质细胞的分离及活化 | 第94页 |
| 2.5 小鼠EAE模型中枢系统浸润细胞的分离 | 第94-95页 |
| 2.6 小鼠血脑屏障通透性的检测 | 第95页 |
| 2.7 小鼠过继转移EAE模型的建立 | 第95-96页 |
| 2.8 RT-PCR及mRNA的检测 | 第96-98页 |
| 2.9 统计 | 第98页 |
| 3. 结果 | 第98-113页 |
| 3.1 NSC 87877体内外给药对B细胞功能的影响 | 第98-102页 |
| 3.2 巨噬细胞剔除对NSC 87877治疗小鼠EAE的影响 | 第102-104页 |
| 3.3 NSC 87877对EAE小鼠中枢神经系统趋化因子表达的影响 | 第104-105页 |
| 3.4 NSC 87877对Th1、Th17环境下星形胶质细胞活化的影响 | 第105-106页 |
| 3.5 NSC 87877对EAE小鼠外周淋巴器官中效应细胞迁移的影响 | 第106-107页 |
| 3.6 NSC 87877对EAE小鼠中枢神经系统炎性细胞浸润的影响 | 第107-108页 |
| 3.7 NSC 87877对EAE小鼠血脑屏障通透性的影响 | 第108-110页 |
| 3.8 NSC 87877对EAE小鼠内皮细胞粘附因子以及效应性细胞整合素的影响 | 第110-111页 |
| 3.9 NSC 87877对来源于EAE小鼠的效应性细胞致脑炎性的影响 | 第111-113页 |
| 4. 讨论 | 第113-115页 |
| 5. 小结 | 第115-116页 |
| 参考文献 | 第116-118页 |
| 第四节 SHP-2抑制剂NSC 87877抑制EAE小鼠效应性T细胞迁移的机理 | 第118-140页 |
| 1. 实验材料 | 第118页 |
| 1.1 实验试剂 | 第118页 |
| 1.2 实验动物 | 第118页 |
| 2. 实验方法 | 第118-123页 |
| 2.1 RT-PCR及mRNA表达检测 | 第118-121页 |
| 2.2 小鼠腹腔巨噬细胞的分离 | 第121页 |
| 2.3 小鼠巨噬细胞与T细胞的共培养 | 第121页 |
| 2.4 PGE2的ELISA检测 | 第121页 |
| 2.5 趋化因子受体表达的流式检测 | 第121-122页 |
| 2.6 EAE模型小鼠效应性CD8~+T细胞的基因芯片分析 | 第122页 |
| 2.7 体外趋化实验 | 第122页 |
| 2.8 统计 | 第122-123页 |
| 3. 结果 | 第123-135页 |
| 3.1 NSC 87877对小鼠EAE中T细胞趋化因子受体及其相关配体表达的影响 | 第123-124页 |
| 3.2 NSC 87877体内给药对EAE小鼠引流淋巴结细胞中滞留细胞亚群的影响 | 第124-125页 |
| 3.3 NSC 87877体内给药后的EAE小鼠中效应性CD8~+T细胞的基因芯片分析 | 第125-129页 |
| 3.4 NSC 87877体内给药对EAE小鼠中效应性CD8~+T细胞趋化作用的影响 | 第129页 |
| 3.5 NSC 87877对脾脏中活化的T细胞CCR7表达的影响 | 第129-130页 |
| 3.6 NSC 87877对小鼠腹腔巨噬细胞功能的影响 | 第130-133页 |
| 3.7 PGE2对活化T细胞CCR7表达的影响 | 第133页 |
| 3.8 NSC 87877、PGE2对CD8+T细胞活化过程中CXCR4、CXCR7表达的影响 | 第133-134页 |
| 3.9 COX2酶活抑制对NSC 87877治疗小鼠EAE的影响 | 第134-135页 |
| 4. 讨论 | 第135-138页 |
| 5. 小结 | 第138页 |
| 参考文献 | 第138-140页 |
| 结语 | 第140-141页 |
| 附录1：已发表和待发表的论文 | 第141-143页 |
| 附录2：缩略语表 | 第143-145页 |
| 致谢 | 第145-146页 |
